INTRODUCTION

Chaque année en France, environ 2 500 000 produits sanguins labiles (PSL), concentrés de globules rouges (CGR), concentrés de plaquettes (CP) et plasma, issus d’un don de sang total ou d’aphérèse sont transfusés à près de 500.000 receveurs. En l’absence d’alternative thérapeutique, la transfusion de PSL est souvent indispensable et vitale chez les grands traumatisés, en chirurgie cardiovasculaire, en obstétrique, chez les greffés et transplantés pendant la période de régénération de la moelle osseuse, chez les malades recevant une chimiothérapie lourde pour cancer ou leucémie. Les progrès médicaux et techniques de la transfusion et la surveillance des donneurs et des receveurs, grâce à un système d’hémovigilance généralisé en France depuis 1994, ont permis d’améliorer l’efficacité et la sécurité des transfusions. Les mesures de sécurité transfusionnelle ont essentiellement permis de réduire le risque infectieux et à un moindre degré le risque immunologique. Néanmoins, ces mesures ont un impact organisationnel et économique très important. Il apparaît de plus en plus évident que le risque zéro et le principe de précaution ont leurs limites. Les décisions médicales et de santé publique doivent être prises en fonction du mieux apporté au malade, en tenant compte du rapport coût/efficacité de l’intervention sur la prévention du risque.

LE NIVEAU DE SÉCURITÉ TRANSFUSIONNELLE EST ÉLEVÉ AVEC LES MESURES DEJA EN PLACE

Depuis la création de l’hémovigilance, l’accroissement constant de la sécurité transfusionnelle, malgré la persistance de risques infectieux, est bien documenté. La sécurité des PSL a été accrue par la mise en œuvre de mesures nécessaires et complémentaires. Les améliorations ont porté sur la sélection médicale et biologique du donneur, les tests de dépistage des virus transmissibles par la transfusion, la déleucocytation systématique de tous les PSL et l’introduction du dépistage géno-
mique des virus HIV et HCV. Malgré toutes ces interventions, il persiste un risque résiduel de transmission d’une infection [1]. Celui-ci varie selon la nature du PSL, bactéries avec les CP conservés à 22° C [2] ou parasites (paludisme, maladie de Chagas) avec les CGR. Le risque persiste également avec les virus connus car : on ne dispose pas toujours des tests de dépistage utilisables en transfusion ; on a à faire à un variant du virus ; l’examen est pratiqué dans la fenêtre sérologique ; le test manque de sensibilité ; il s’agit d’un donneur immun silencieux ou enfin, il y a eu une erreur humaine au laboratoire que, de surcroît, la multiplication des tests sans cesse ajoutés favorise [1]. Les modifications épidémiologiques mondiales et les voyages font craindre l’apparition de nouveaux virus émergents, par exemple le West Nile Virus, le Coronavirus du Syndrome Respiratoire Aigu Sévère (SRAS), le Chikungunya virus, le virus de la dengue ou encore le virus influenza A (H5N1) de la grippe aviaire, pour lesquels il n’existe pas encore un test de dépistage utilisable en transfusion [3]. Enfin, la possibilité de transmission par transfusion d’un prion pathologique, le nouveau variant de la maladie de Creutzfeldt-Jacob (nVCJD), reste une menace potentielle pour laquelle nous n’avons ni test de dépistage chez le donneur, ni méthode d’élimination dans le PSL [4]. Le risque infectieux est encore accru chez les receveurs de PSL qui sont atteints d’un syndrome immunodéficitaire primaire ou secondaire [3]. Enfin, il ne faut pas oublier les autres risques liés à la transfusion sanguine comme les risques immunologiques : incompatibilité érythrocytaire, syndrome de détresse respiratoire aiguë transfusionnelle ou TRALI, réaction de greffon contre hôte, état réfractaire immunologique secondaire aux transfusions plaquettaires.

L’INACTIVATION DES AGENTS PATHOGÈNES APPARAIT COMME UNE MESURE DE SECURITÉ PRÉVENTIVE ET À LARGE SPECTRE D’ACTION

Ces considérations sont autant de raisons qui incitent à protéger le sang de l’émergence d’agents pathogènes en développant et en utilisant des méthodes d’inactivation de ces agents pathogènes dans les PSL qui en dérivent [3, 5, 6]. Les tests actuellement utilisés trouvent leurs limites du fait de la fenêtre sérologique d’apparition des anticorps, du faible nombre de copies virales que les tests peuvent détecter, de la survenue des virus émergents et des menaces émergentes liées aux bactéries et aux protozoaires. Une inactivation des virus pathogènes dans les PSL est une méthode proactive qui est utilisée depuis vingt ans avec efficacité, absence de toxicité et d’effets secondaires majeurs pour le plasma à usage thérapeutique et les médicaments dérivés du plasma (albumine, immunoglobulines, facteurs de la coagulation).

Le risque viral résiduel en transfusion après l’introduction des tests sérologiques et du dépistage génomique viral a montré sa grande efficacité, mais seulement pour les virus testés. En 2003, le risque résiduel d’une transmission HIV par la transfusion est de 1/3 150 000 dons, pour le HCV de 1/10 000 000 et qu’il est pratiquement nul pour HTLV [7]. L’estimation actuelle du risque résiduel pour l’HBV est aujourd’hui de 1/2 400 000. Un risque de contamination bactérienne persiste malgré tous les
moyens mis en œuvre pour éviter la pénétration des bactéries dans la poche de prélèvement du sang : sélection du donneur, désinfection du site de phlébotomie, diversion des trente-cinq premiers millilitres de sang et réduction probable du contenu bactérien de la poche secondaire à la déleucocytation systématique par filtration. Ces méthodes ont été efficaces, mais le risque semble accru avec les CP qui sont conservés à 22° C [8]. En 2003, le système d’hémovigilance de l’Établissement Français du Sang (EFS) a rapporté trois décès imputables à la transfusion de CP et à celle des CGR [9]. Par contre, en 2004 aucun décès par contamination bactérienne de CP ou de CGR n’a été déploré.

Les principes généraux pour la mise en place de l’inactivation des pathogènes dans les PSL font intervenir une succession d’étapes complexes, indispensables et nécessaires avant l’autorisation de mise sur le marché par les autorités réglementaires compétentes européenne et nationale. Ainsi, la recherche et le développement permettent d’identifier des molécules qui interfèrent et inactivent les acides nucléiques des agents pathogènes microbiens ou cellulaires [6], de valider leur effet inhibiteur de la réplication des acides nucléiques [10] et leur éventuelle toxicité in vitro en culture et in vivo dans des modèles animaux [11]. Enfin, des essais cliniques de phase 1, 2 et 3 permettront l’enregistrement du « médicament-dispositif médical » auprès des agences règlementaires. Les substances retenues sont l’objet d’un criblage efficace et large des acides nucléiques des pathogènes : virus, bactéries, parasites, leucocytes résiduels. La difficulté de la sélection est d’obtenir une grande efficacité d’inactivation des pathogènes tout en minimisant des effets délétères inopportuns sur la viabilité et les fonctions biologiques des plaquettes, des globules rouges et des protéines du plasma, en particulier, les facteurs de la coagulation et leurs inhibiteurs naturels. Les procédés (substances chimiques et photo dérivés) d’inactivation qui agissent sur le génome de l’agent pathogène ne doivent pas, lors de la transfusion du PSL, être présents en concentration résiduelle suffisante pour présenter une toxicité et une génotoxicité (y compris mutagénicité, tératogénicité, carcinogénicité) afin d’être acceptés selon les normes réglementaires applicables à l’industrie pharmaceutique et à la transfusion. En outre, les modalités pratiques de mise en œuvre de l’inactivation des pathogènes dans les PSL doivent être compatibles avec les méthodes habituelles de préparation de ces PSL dans les établissements de transfusion sanguine [12]. Enfin, les PSL ayant subi une étape d’inactivation des pathogènes doivent faire l’objet d’essais cliniques [13] d’équivalence thérapeutique par comparaison aux PSL actuellement utilisés et d’une surveillance renforcée de la survenue toujours possible d’effets pharmacologiques, toxiques ou transfusionnels indésirables après leur mise sur le marché.

LES MÉTHODES D’INACTIVATION DES AGENTS PATHOGÈNES

Les méthodes d’inactivation des agents pathogènes des PSL utilisent des techniques photochimiques pour le plasma et les CP et des techniques biochimiques pour le
plasma et les globules rouges [14]. Il n’existe pas encore de substance qui puisse inactiver le sang total ou d’une substance unique, sauf peut-être la riboflavine, qui puisse inactiver les agents pathogènes dans le plasma, les plaquettes et les globules rouges [15]. D’une façon générale, toutes ces méthodes sont efficaces sur un grand nombre de virus, mais généralement les virus non enveloppés sont beaucoup moins sensibles que les virus enveloppés, et sur les bactéries gram + et gram — et à un moindre degré sur les spores. Certaines de ces méthodes permettent également d’inactiver des parasites (Tableau 1).

Bien que la sécurité du plasma thérapeutique frais congelé soit accrue par une mise en quarantaine de quatre mois après l’avoir testé une première fois, ce produit est destiné à être remplacé par du plasma inactivé. Depuis une dizaine d’années, il existe aussi une possibilité d’inactiver le plasma thérapeutique par une méthode chimique associant un solvant, le tri-n-butyle phosphate et un détergent, le triton. Cette méthode, efficace et sûre, est déjà utilisée en France sur des pools de plasma provenant de cent donneurs. Elle entraîne une réduction de l’ordre de 20 à 30 % des facteurs de la coagulation avec une efficacité réduite sur les virus non enveloppés dont le parvovirus B19.

Le bleu de méthylène est une autre méthode d’inactivation du plasma, d’efficacité comparable au plan viral, et qui entraîne une réduction des facteurs de la coagulation de l’ordre de 20 à 30 % et, en particulier, du fibrinogène, qui subit des modifications s’accompagnant d’une anomalie de sa polymérisation par la thrombine [45].

Le bleu de méthylène ne traverse pas les membranes cellulaires et n’inactive donc pas les bactéries, ni les pathogènes intracellulaires des plaquettes ou des leucocytes résiduels qui pourraient se trouver dans le plasma. La méthode Maco-Tronic développée par Macopharma, est applicable aux dons unitaires de plasma obtenus par aphérèse ou à partir du sang total et pourrait être introduite prochainement en France.

Le chlorhydrate d’amotosalen et les UVA sont également capables d’inactiver, en plus des concentrés plaquettaires (comme nous le verrons au chapitre suivant) et avec le même illuminateur, une large gamme d’agents infectieux et de leucocytes résiduels dans les plasmas thérapeutiques individuels, en réduisant modérément les taux des facteurs de la coagulation et de leurs inhibiteurs naturels avec un profil d’inactivation beaucoup plus important que celui du bleu de méthylène (y compris les virus intracellulaires et les bactéries). Les essais cliniques de phase 3 [26, 46] ont démontré leur efficacité thérapeutique dans la correction des syndromes hémorragiques : surdosage des anticoagulants anti-vitamines K, transplantation hépatique, déficits héréditaires rares des facteurs de la coagulation et purpura thrombotique thrombocytopénique. Le dossier de validation est en cours d’examen par l’Agence Française de Sécurité Sanitaire des Produits de Santé (AFSSAPS) avant d’envisager son introduction dans notre pays.

L’inactivation des CP et des CGR n’est pas possible par solvant et détergent, ni par le bleu de méthylène. Il a fallu trouver de nouveaux procédés applicables aux

TABLEAU 1. — Inactivation des agents pathogènes (réduction d’un log10) par les différentes technologies en développement.

TABLEAU 2. — Méthodes d’inactivation des agents pathogènes des produits sanguins labiles : plasma, concentrés plaquettaires (CP) et érythrocytaires (CGR).

Plasma

CP

CGR

Solvant-détergent + – – Bleu de méthylène + lumière visible + – – Amotosalen HCl (S-59) + UVA + + – FRALE (S-303) + Inactine (PEN 110) – – + Riboflavine + UV/lumière visible) + + + produits sanguins cellulaires afin de pouvoir envisager une inactivation des pathogènes dans tous les PSL (Tableau 2).

L’INACTIVATION DES AGENTS PATHOGÈNES DANS LES CONCENTRÉS PLAQUETTAIRES

Les deux méthodes actuellement en cours de développement et au stade des essais cliniques font appel à deux substances photochimiques, le chlorhydrate d’amotosalen et la riboflavine ou vitamine B2.

L’inactivation des concentrés plaquettaires par l’amotosalen (procédé Intercept®, développé par Cerus et Baxter ) comprend une étape d’incubation avec le produit, qui forme des liaisons réversibles avec l’ADN ou l’ARN des agents pathogènes, puis ces liaisons se transforment après illumination par des UVA en liaisons irréversibles formant des adduits qui interrompent les acides nucléiques toutes les quatre-vingttrois paires de base [10]. Plusieurs études précliniques ont démontré que ce traitement inactivait efficacement un grand nombre de virus enveloppés et non enveloppés, de bactéries gram- et gram+, de parasites et de spirochètes [16, 17] et inactivait aussi les leucocytes résiduels et la formation de cytokines [18, 19]. Ces lymphocytes T résiduels sont responsables de la réaction du greffon contre son hôte chez des receveurs immunodéprimés. C’est la raison pour laquelle les CP sont irradiés systématiquement avant leur administration à des receveurs immunodéprimés :

jeunes enfants greffés de la moelle osseuse ou malades recevant une chimiothérapie anticancéreuse. Les études expérimentales in vitro et chez la souris ont montré une efficacité supérieure du traitement par l’amotosalen et les rayons UVA à l’irradiation gamma dans la prévention de la réaction du greffon contre son hôte [20]. Ceci a été vérifié chez l’homme dans l’essai euroSPRITE où les CP inactivés n’ont pas été irradiés avant d’être transfusés [21]. Les études toxicologiques ont montré l’absence de toxicité à long terme, de toxicité reproductive, de carcinogénicité et de toxicité néo-natale chez l’animal [11]. Les essais cliniques de phase 1 et 2 ont démontré une
bonne récupération (42 %) et durée de vie (quatre, huit jours) des plaquettes traitées par l’amotosalen et transfusées après 5 jours de conservation. Dans les mêmes conditions, les plaquettes non inactivées avaient une récupération de 50 % et une survie de six jours [22]. Par ailleurs, les fonctions plaquettaires examinées in vitro sont dans les limites de la normale [23]. Cette méthode a fait l’objet de quatre essais cliniques de phase 3. Trois essais ont été conduits en Europe avec des concentrés de mélange de plaquettes standard, euroSPRITE [21] et un essai de phase 3b et un essai de CP d’aphérèse [24]. Ces essais ont permis de valider la facilité d’introduction de cette méthode d’inactivation dans un laboratoire de préparation des PSL tel qu’il en existe dans les centres de transfusion. La manipulation dure quatre à six heures jusqu’à l’obtention d’un CP inactivé prêt à être transfusé. Les pertes en plaquettes lors de la préparation sont comprises entre 5 et 13 % et s’améliorent avec la pratique.

L’essai SPRINT de phase 3 utilisant des CP d’aphérèse et portant sur six cent cinq patients a été mené aux États-Unis d’Amérique [25, 47]. Dans tous ces essais cliniques la récupération des plaquettes à la première et à la vingt-quatrième heure était équivalente ou légèrement diminuée et l’efficacité clinique sur l’hémostase comparable aux plaquettes non traitées. Le marquage CE du produit par la Communauté Européenne et les essais cliniques, notamment euroSPRITE conduit à Bristol, Rotterdam, Stockholm et Strasbourg, ont permis l’enregistrement du système Intercept® par l’AFSSAPS. Cette décision de l’AFSSAPS, en date du 13 octobre 2003, autorise la préparation, la distribution et l’utilisation thérapeutique des PSL suivants : « Concentré de plaquettes d’aphérèse déleucocyté et mélange de concentrés de plaquettes standard, avec addition d’une solution supplémentaire de conservation en phase liquide et traitement par un procédé physico-chimique pour inactivation d’agents pathogènes ». L’arrêté portant modification de la liste et des caractéristiques des PSL a été publié le 24 août 2005 au Journal Officiel de la République Française. Il est en outre rappelé la nécessité d’un suivi régulier prévu dans le cadre de l’hémovigilance. Il est évident que les CP traités par Intercept® doivent maintenant être utilisés sur un plus grand nombre de malades transfusés dans les indications habituelles de prescription afin de s’assurer que cette méthode permet réellement de réduire les risques infectieux, en particulier bactériens, qu’elle a une efficacité transfusionnelle hémostatique équivalente aux CP non traités et que la consommation des CP n’est pas ou peu augmentée.

Les travaux en cours avec la riboflavine (procédé Mirasol® développé par Navigant

Biotechnologies et Gambro) qui absorbe la lumière visible et les rayons UV sont prometteurs. La riboflavine agit par photolyse par électrons de transfert et réaction d’oxydation, ce qui entraîne des cassures d’ADN et d’ARN empêchant la réplication des agents pathogènes [27]. Les études de toxicologie et de génotoxicité de la riboflavine et de ses produits de dégradation, lumichrome et lumiflavine, sont négatives. Le processus d’utilisation est simple, peu d’étapes de manipulation et pas de retrait ou d’absorption des produits résiduels. Les études d’inactivation des agents pathogènes montrent un large spectre d’action sur les virus, bactéries, parasites et les leucocytes résiduels [15]. Les virus enveloppés sont moins sensibles
que les virus non enveloppés. La méthode modifie peu les fonctions plaquettaires in vitro et in vivo leur récupération et leur survie dans la circulation [28]. Les premiers essais cliniques multicentriques de phase 3 dans la prévention des manifestations hémorragiques des malades thrombopéniques ont débuté en France et devraient se terminer en 2006. La riboflavine peut également inactiver les pathogènes du plasma thérapeutique et pourrait être utilisée en lumière visible pour inactiver les agents pathogènes dans les CGR.

L’INACTIVATION DES AGENTS PATHOGÈNES DANS LES CONCENTRÉS DE GLOBULES ROUGES EST À PLUS LOINTAINE ÉCHÉANCE

Les CGR représentent quantitativement la majorité, environ 75 %, des PSL transfusés. Les méthodes d’inactivation font appel à des substances biochimiques qui sont du type FRALE comme le S-303 (Cerus) ou des agents intercalant comme l’Inactine® PEN 110 (Vitex). Ces deux substances chimiques organiques ont un large spectre d’inactivation des bactéries, virus et parasites et modifient peu les propriétés fonctionnelles des globules rouges in vitro , leur recirculation et leur durée de vie in vivo [29, 30, 31]. Ces deux méthodes ont fait l’objet d’études cliniques de phase 3 qui ont été interrompues en raison de la survenue d’anticorps dirigés contre des néo antigènes dont l’apparition est liée à la technique d’inactivation. Le projet Vitex avec le PEN 110 semble définitivement arrêté. Lors des deux essais cliniques du projet Cerus, des anticorps non hémolysants se sont développés chez deux patients transfusés chroniquement par des CGR traités par le S-303 pour une hémoglobinopathie génétique et n’ont pas entraîné de signes cliniques. Ce protocole clinique de phase 3 a été interrompu. L’analyse de l’autre étude clinique de phase 3 interrompue par précaution chez des malades de chirurgie cardiaque (148 malades) a montré que l’efficacité thérapeutique des transfusions de CGR traités par le S-303 était équivalente à celle des CGR conventionnels [32]. Les anticorps retrouvés sont dirigés contre un épitope (acridine) dérivé du S-303. En modifiant les conditions d’incubation avec le S-303 en présence d’une concentration plus élevée de glutathion réduit, on diminue de vingt fois la fixation du S-303 à la membrane du globule rouge et donc la formation d’anticorps. Ces nouveaux résultats devraient permettre la reprise des essais avec le S-303 (L. Corash, communication personnelle).

VERS UNE INACTIVATION UNIVERSELLE DES AGENTS PATHOGÈNES DANS LES PSL

La survenue de la pandémie HIV dans les années 80 a démontré la fragilité de la transfusion sanguine et les difficultés de pouvoir traiter des malades avec des PSL sûrs et efficaces [33, 34]. L’intention des transfuseurs s’est alors centrée de manière obsessionnelle sur les moyens de prévenir la transmission de maladies infectieuses par le sang et les composants du sang. On a donc jusqu’à présent réagi, quasiment
au coup par coup, à chaque nouvelle émergence d’un agent infectieux potentiellement dangereux pour la qualité des PSL. C’est ainsi qu’au moins sept nouvelles interventions de laboratoire, comme de nouveaux tests de dépistage sensibles et complexes, sérologiques et de biologie moléculaire, y compris la leuco déplétion par filtration, ont été introduites. Néanmoins, ces nouvelles méthodes qui ne font que s’accumuler atteignent leurs limites et ont un coût économique qui ne fait que croître sans toujours apporter un réel bénéfice en termes d’efficacité et de sécurité [35, 36].

L’introduction du dépistage génomique des virus connus, comme HIV et HCV, a permis de réduire la fenêtre sérologique. Mais pour le HCV, il existe encore des possibilités d’amélioration dans la qualité des contrôles biologiques qui varie beaucoup selon les fabricants et les pays. Pour les nouveaux virus émergents comme le West Nile Virus, le Coronavirus du SRAS, le virus de la dengue ou le virus Chikungunya, la mise en place de méthodes de détection sérologique ou par biologie moléculaire utile à la transfusion est un processus long. Ces mêmes virus émergents sont inactivés (réductions de 5 à 6 log) par l’amotosalen (Tableau 1. et L. Corash, communication personnelle). Plus récemment, des méthodes de détection bacté- rienne dans les CP, qui ont été introduites dans quelques pays, ont montré une certaine utilité, mais surtout leurs limites [37, 38]. Ces méthodes ne dépistent généralement pas les bactéries anaérobiques et, récemment, un travail hollandais a montré que des produits pouvaient être transfusés (la durée de conservation des plaquettes est limitée à cinq jours) avant que le résultat bactériologique positif soit connu, sans donner lieu à des manifestations cliniques évocatrices d’incident transfusionnel par contamination bactérienne. Dans cette même étude, les contaminations par Bacillus cereus n’ont pas été dépistées avant la libération des CP et ont entraîné des accidents graves chez deux des trois malades transfusés [38]. Le même groupe conclut que la mise en place récente du dépistage bactérien aux Pays-Bas a permis de ne réduire le risque de septicémie bactérienne après transfusion de CP que d’environ 5 %, alors que presque 40 % des CP positifs ne sont pas rappelés et que plus de 90 % des unités rappelées ont déjà été transfusées [39]. Il faut savoir également que des maladies parasitaires comme le paludisme et surtout la maladie de Chagas ne sont pas dépistées en routine dans les PSL et posent des problèmes cliniques importants dans certains pays et du fait des voyages intercontinentaux.

On peut donc penser que l’introduction de méthodes d’inactivation des agents pathogènes dans les PSL serait une solution préventive qui agirait pour éradiquer ces agents avant qu’ils ne pénètrent dans les PSL transfusés [3]. Ces méthodes ont un spectre d’inactivation qui porte sur les virus, les bactéries, les parasites et les leucocytes résiduels. Elles sont proactives en ce sens que leur large spectre d’action sur les acides nucléiques des pathogènes leur donne le potentiel d’éliminer les risques des virus émergents ou/et liés aux migrations des populations. Elles éliminent de façon certaine un grand nombre de souches aérobies et anaérobies de bactéries.

Ces méthodes d’inactivation devraient amener quelques avantages qui seront augmentés si elles sont utilisables pour tous les PSL. L’inactivation des agents pathogènes devraient permettre de supprimer certains tests biologiques comme le dépis-
tage de la syphilis, du CMV et de dispenser de l’introduction de nouveaux tests. La prévention de la réaction de greffon contre hôte induite par la transfusion est aussi, sinon plus efficace, lorsque les leucocytes sont inactivés par l’amotosalen, la riboflavine, le S-303 ou l’Inactine et lorsque les produits sont irradiés par les rayons gamma [20]. Il serait possible de supprimer l’irradiation des produits destinés aux malades ayant des déficits ou une immaturité du système immunologique [21].

L’abandon de ces opérations entraînerait un gain économique modéré, mais faciliterait l’organisation de la production des PSL. Ces méthodes d’inactivation nécessitent généralement l’utilisation de solutions additives de conservation des plaquettes, ce qui entraîne un gain de plasma de l’ordre de 200 ml par produit qui peut être utilisé pour produire du plasma thérapeutique ou pour le fractionnement. Enfin, on peut envisager d’étendre la durée de conservation des CP jusqu’à sept jours, ce qui pourrait réduire leur péremption entraînant leur destruction. La conservation liquide des concentrés plaquettaires à 37° C s’accompagne de lésions fonctionnelles significatives après le troisième jour de stockage, ces lésions évoluent jusqu’au cinquième jour et peu après jusqu’au septième et huitième jour en l’absence de prolifération bactérienne.

IMPACT ÉCONOMIQUE DE L’INACTIVATION DES PATHOGÈNES

L’émergence d’un nouveau virus jusqu’alors inconnu, comme le HIV ou le HCV, a définitivement démontré que la transfusion des produits sanguins n’était pas sans risque majeur pour les malades. Malgré toutes les mesures de sécurité déjà prises en transfusion, les risques infectieux viraux, bactériens ou parasitaires persistent. Le coût économique des mesures qui améliorent la sécurité des PSL pose un problème important aux autorités de santé qui doivent fournir des services médicaux de grande qualité avec des contraintes budgétaires croissantes. Les autorités gouvernementales et celles qui remboursent les actes médicaux demandent des analyses économiques du coût-efficacité des nouvelles interventions de sécurité afin de mieux prendre leurs décisions. L’analyse coût-efficacité est habituellement utilisée en économie de la santé pour calculer la valeur ajoutée d’un nouvel investissement en termes de résultat clinique ou de qualité de vie pour le malade. Les sommes dépensées pour un nouveau test ou un nouveau PSL inactivé, par exemple, sont elles justifiées par une amélioration du patient ou de la santé publique. Cette relation coût-avantage se mesure habituellement par le rapport du coût par année de vie épargnée ou par celui du coût de l’année de vie épargnée ajustée par la qualité (quality-adjusted life year, QALY des auteurs anglo-saxons). Il est admis que plus le rapport coût-efficacité ou coût/utilité est bas, plus l’intervention est économiquement efficiente [35, 41]. En transfusion, les mesures préventives liées à l’amélioration des tests de dépistage ont des rapports coût-efficacité élevés et donc moins favorables que les autres mesures de santé prises, par exemple dépistage de la maladie hémolytique du nouveau-né, la mammographie annuelle de dépistage ou le pontage coronarien (Figure 1).

42.

r é f é r ence r è s p ’ a D .

ansfusionnelles tr é dicales m entions interv des é icacit ff t-e û co aison Compar — .

1 .

IG F

Les tests de dépistage (HIV, HCV, HBV) et les techniques de déleucocytation par filtration qui sont utilisées de façon courante et obligatoire en Europe, notamment en France et aux Etats-Unis, ont un rapport coût-utilité très supérieur au rapport standard largement utilisé pour adopter une intervention en santé publique, 50 000 dollars (45 000 euros) / QALY [42]. Le rapport coût-efficacité de toute nouvelle mesure se dégrade parce que chaque unité de sang testée supporte le coût de chaque nouveau test ajouté et que le risque infectieux diminue du fait des mesures de sécurité déjà prises. Il semble que la société souhaite plus de sécurité en transfusion, même si les coûts en sont élevés. Par ailleurs, les agences de santé commencent à utiliser le principe de précaution pour prendre des mesures pour lutter contre les virus et les pathogènes émergents ou inconnus. Parmi les mesures prises en France, le coût de l’introduction du diagnostic génomique viral (DGV) pour le HCV a été estimé pour une mort évitée par transfusion d’une unité de sang contaminée à environ 60 millions d’euros [43].

Plus récemment, l’analyse économique de l’introduction de l’inactivation des pathogènes par amotosalen et UVA (Intercept Blood System, Baxter-Cerus, USA) pour les concentrés plaquettaires d’aphérèse (CPA) et pour les mélanges de concentrés plaquettaires standard (MCP) utilisés en transfusion a été faite à partir d’un modèle de décision analytique fondé sur une étude complète de toutes les sources publiées et indexées dans MEDLINE. Les conclusions de cette étude pour les États-Unis [43] montraient que le rapport coût-utilité de l’inactivation des concentrés plaquettaires était très élevé, le surcoût des CPA traités par amotosalen QALY gagné était compris entre 1 308 833 dollars et 4 451 650 dollars selon les scénarios retenus par rapport aux CPA non traités. Pour les MCP traités par amotosalen, le coût par QALY était compris entre 457 586 dollars et 1 816 060 dollars dans le cas des MCP non traités. Le rapport coût-utilité incrémental de l’inactivation des pathogènes par l’amotosalen dans les CP est comparable à celui d’autres interventions, comme le DGV, déjà acceptées et mises en place en transfusion. Une deuxième étude du même groupe [Bell et al, communication personnelle] a confirmé ces résultats pour l’Allemagne qui possède un système transfusionnel européen comparable au système français. Très récemment, une étude hollandaise a conclu que l’introduction de l’inactivation des agents pathogènes dans les MCP est acceptable en terme de coût par année de vie épargnée, eu égard au coût élevé des interventions déjà mises en place pour accroître la sécurité en transfusion [44]. Une dernière étude économique belge a conclu que l’introduction du procédé d’inactivation des agents pathogènes dans les concentrés plaquettaires était économiquement efficiente si on prenait en compte le risque potentiel des agents pathogènes émergents [48]. L’analyse économique indique que l’introduction de l’inactivation des pathogènes par l’amotosalen dans les CP a un rapport coût-efficacité favorable d’autant plus que l’on privilégie l’utilisation des MCP sur les CPA. Le coût-efficacité élevé de l’introduction de la méthode d’inactivation Intercept se compare favorablement à celui du DGV. Par comparaison, la méthode Intercept est une bonne stratégie sur le plan coût-efficacité et assure une meilleure sécurité des transfusions de CP, notamment pour prévenir le
risque bactérien de septicémie mortelle et potentiellement la menace des pathogènes émergents.

CONCLUSIONS

À terme, l’objectif qui semble avoir le plus de sens est l’introduction universelle des méthodes d’inactivation des agents pathogènes pour tous les PSL. Cette mise en place ne peut être que progressive, pas à pas, d’abord poursuivre ce qui a été entrepris avec le plasma thérapeutique, puis les CP et les CGR. Elle doit faire l’objet d’une utilisation clinique chez un plus grand nombre de transfusés, afin de s’assurer de ne pas compromettre les avantages attendus d’une telle intervention par la survenue d’effets indésirables, immunologiques ou toxiques. Ces études cliniques sont nécessaires pour s’assurer, grâce à une hémovigilance renforcée après leur mise sur le marché, que la marge importante de sécurité pharmacologique et toxique des PSL inactivés, lors de l’administration de doses uniques ou répétées, est un fait réel et persistant [40]. Enfin, il est important devant la multiplication des méthodes de prévention d’en étudier le bien-fondé en faisant des analyses approfondies de leur bénéfice en termes d’efficacité et de sécurité par rapport au coût de leur mise en œuvre. Il est évident que le coût de ces mesures sera très important, mais comparable à celui des méthodes de dépistage sérologique et génomique [35, 36]. Des méthodes d’inactivation, comme le procédé solvant-détergent ou le bleu de méthylène, ont déjà permis de sécuriser de façon très importante le plasma thérapeutique et les médicaments dérivés du plasma. Il est difficile de penser que d’autres méthodes d’inactivation ne puissent pas être utilisées pour sécuriser les CP et les CGR.

Abstraction faite de leur coût, elles devraient pouvoir être aussi introduites dans les pays en voie de développement où les risques infectieux, bactériens, viraux et parasitaires ont une incidence très élevée dans la population et entraînent un risque de contaminations infectieuses post-transfusionnelles inacceptables.

REMERCIEMENTS

Je remercie mes collaborateurs de l’EFS-Alsace et de l’INSERM U.311 pour leur excellent travail quotidien et de recherche et développement. Je remercie particulièrement Madame Annie Chicoye de ses suggestions dans l’analyse économique et Madame Claudine Helbourg pour son aide éditoriale.

BIBLIOGRAPHIE [1] BARBARA J. — Why ‘Safer than Ever’ may not be quite safe enough.

Transfus Med Hemother , 2004, 31 Suppl.1, 2-10.

[2] BLAJCHMAN M.A. — Bacterial contamination of cellular blood components : risks, sources and control. Vox Sang , 2004, 87 Suppl.1, 98-103.

[3] ALLAIN J.P., BIANCO C., BLAJCHMAN M.A., BRECHER M.E., BUSCH M., LEIBY D., LIN L., STRAMER S. — Protecting the blood supply from emerging pathogens : the role of pathogen inactivation. Transfus. Med. Rev. , 2005, 19 , 110-126.

[4] BLAJCHMAN M.A., GOLDMAN M., WEBERT K.E., VAMVAKAS E.C., HANNON J., DELAGE G. — Proceedings of a consensus conference : the screening of blood donors for variant CJD.

Transfus. Med. Rev. , 2004, 18 , 73-92.

[5] AUBUCHON J.P. — Pathogen inactivation in cellular blood components : clinical trials and implications of introduction to transfusion medicine. Vox Sang , 2002, 83 Suppl 1, 271-275.

[6] CORASH L. — Inactivation of viruses, bacteria, protozoa and leukocytes in platelet and red cell concentrates. Vox Sang , 2000, 78 Suppl 2, 205-210.

[7] PILLONEL J., LAPERCHE S. — Trends in risk of transfusion-transmitted viral infections (HIV, HCV, HBV) in France between 1992 and 2003 and impact of nucleic acid testing (NAT). Euro.

Surveill. , 2005, 10 , 5-6.

[8] BLAJCHMAN M.A., GOLDMAN M., BAEZA F. — Improving the bacteriological safety of platelet transfusions. Transfus. Med. Rev. , 2004, 18 , 11-24.

[9] REBIBO D., HAUSER L., SLIMANI A., HERVE P., ANDREU G. — The French Haemovigilance System : organization and results for 2003. Transfus. Apheresis. Sci. , 2004, 31 , 145-153.

[10] WOLLOWITZ S. — Targeting DNA and RNA in pathogens : mode of action of amotosalen HCI.

Transfus. Med. Hemother. , 2004, 31 Suppl.1, 11-16.

[11] CIARAVINO V., MCCULLOUGH T., CIMINO G., SULLIVAN T. — Preclinical safety profile of plasma prepared using the INTERCEPT Blood System. Vox Sang , 2003, 85 , 171-182.

[12] JANETZKO K., LIN L., EICHLER H., MAYAUDON V., FLAMENT J., KLUTER H. — Implementation of the INTERCEPT Blood System for Platelets into routine blood bank manufacturing procedures : evaluation of apheresis platelets. Vox Sang , 2004, 86 , 239-245.

[13] CAZENAVE J.P., DAVIS K., CORASH L. — Design of clinical trials to evaluate the efficacy of platelet transfusion : the euroSPRITE trial for components treated with Helinx technology.

Semin. Hematol. , 2001, 38 Suppl 11, 46-54.

[14] CORASH L. — Pathogen reduction technology : methods, status of clinical trials, and future prospects. Curr. Hematol. Rep. , 2003, 2 , 495-502.

[15] GOODRICH R.P. — The use of riboflavin for the inactivation of pathogens in blood products.

Vox

Sang , 2000, 78 Suppl 2, 211-215.

[16] LIN L., HANSON C.V., ALTER H.J., JAUVIN V., BERNARD K.A., MURTHY K.K., METZEL P., CORASH L. — Inactivation of viruses in platelet concentrates by photochemical treatment with amotosalen and long-wavelength ultraviolet light. Transfusion , 2005, 45 , 580-590.

[17] LIN L., DIKEMAN R., MOLINI B., LUKEHART S.A., LANE R., DUPUIS K., METZEL P., CORASH L.

— Photochemical treatment of platelet concentrates with amotosalen and long-wavelength ultraviolet light inactivates a broad spectrum of pathogenic bacteria. Transfusion , 2004, 44 , 1496-1504.

[18] GRASS J.A., HEI D.J., METCHETTE K., CIMINO G.D., WIESEHAHN G.P., CORASH L., LIN L. — Inactivation of leukocytes in platelet concentrates by photochemical treatment with psoralen plus UVA. Blood , 1998, 91 , 2180-2188.

[19] HEI D.J., GRASS J., LIN L., CORASH L., CIMINO G. — Elimination of cytokine production in stored platelet concentrate aliquots by photochemical treatment with psoralen plus ultraviolet A light. Transfusion , 1999, 39 , 239-248.

[20] GRASS J.A., WAFA T., REAMES A., WAGES D., CORASH L., FERRARA J.L., LIN L. — Prevention of transfusion-associated graft-versus-host disease by photochemical treatment. Blood, 1999, 93 , 3140-3147.

[21] VAN RHENEN D., GULLIKSSON H., CAZENAVE J.P., PAMPHILON D., LJUNGMAN P., KLUTER H., VERMEIJ H., KAPPERS-KLUNNE M., DE GREEF G., LAFORET M., LIOURE B., DAVIS K., MARBLIE S., MAYAUDON V., FLAMENT J., CONLAN M., LIN L., METZEL P., BUCHHOLZ D., CORASH L. ; euroSPRITE trial. — Transfusion of pooled buffy coat platelet components prepared with photochemical pathogen inactivation treatment : the euroSPRITE trial. Blood , 2003, 101 , 2426-2433.

[22] SNYDER E., RAIFE T., LIN L., CIMINO G., METZEL P., RHEINSCHMIDT M., BARIL L., DAVIS K., BUCHHOLZ D.H., CORASH L., CONLAN M.G. — Recovery and life span of 111indiumradiolabeled platelets treated with pathogen inactivation with amotosalen HCl (S-59) and ultraviolet A light. Transfusion , 2004, 44 , 1732-1740.

[23] VAN RHENEN D.J., VERMEIJ J., MAYAUDON V., HIND C., LIN L., CORASH L. — Functional characteristics of S-59 photochemically treated platelet concentrates derived from buffy coats.

Vox Sang , 2000, 79 , 206-214.

[24] JANETZKO K., CAZENAVE J.P., KLUTER H., KIENTZ D., MICHEL M., BERIS P., LIOURE B., HASTKA J., MARBLIE S., MAYAUDON V., LIN L., LIN J.S., CONLAN M.G., FLAMENT J. — Therapeutic efficacy and safety of photochemically treated aphaeresis platelets processed with an optimized integrated set. Transfusion , 2005, sous presse.

[25] MCCULLOUGH J., VESOLE D.H., BENJAMIN R.J., SLICHTER S.J., PINEDA A., SNYDER E., STADTMAUER E.A., LOPEZ-PLAZA I., COUTRE S., STRAUSS R.G., GOODNOUGH L.T., FRIDEY J.L., RAIFE T., CABLE R., MURPHY S., HOWARD F. 4TH, DAVIS K., LIN J.S., METZEL P., CORASH L., KOUTSOUKOS A., LIN L., BUCHHOLZ D.H., CONLAN M.G. — Therapeutic efficacy and safety of platelets treated with a photochemical process for pathogen inactivation : the SPRINT Trial.

Blood , 2004, 104, 1534-1541.

[26] HAMBLETON J., WAGES D., RADU-RADULESCU L., ADAMS M., MACKENZIE M., SHAFER S., LEE M., SMYERS J., WIESEHAHN G., CORASH L. — Pharmacokinetic study of FFP photochemically treated with amotosalen (S-59) and UV light compared to FFP in healthy volunteers anticoagulated with warfarin. Transfusion , 2002, 42 , 1302-1307.

[27] RUANE P.H., EDRICH R., GAMPP D., KEIL S.D., LEONARD R.L., GOODRICH R.P. — Photochemical inactivation of selected viruses and bacteria in platelet concentrates using riboflavin and light. Transfusion , 2004, 44 , 877-885.

[28] PEREZ-PUJOL S., TONDA R., LOZANO M., FUSTE B., LOPEZ-VILCHEZ I., GALAN A.M., LI J., GOODRICH R., ESCOLAR G. — Effects of a new pathogen-reduction technology (Mirasol PRT) on functional aspects of platelet concentrates. Transfusion , 2005, 45 , 911-919.

[29] AUBUCHON J.P., PICKARD C.A., HERSCHEL L.H., ROGER J.C., TRACY J.E., PURMAL A., CHAPMAN J., ACKERMAN S., BEACH K.J. — Production of pathogen-inactivated RBC concentrates using PEN110 chemistry : a Phase I clinical study. Transfusion , 2002, 42 , 146-152.

[30] LAZO A., TASSELLO J., JAYARAMA V., OHAGEN A., GIBAJA V., KRAMER E., MARMORATO A., BILLIA-SHAVEET D., PURMAL A., BROWN F., CHAPMAN J. — Broad-spectrum virus reduction in red cell concentrates using INACTINE PEN110 chemistry. Vox Sang , 2002, 83 , 313-323.

[31] PURMAL A., VALERI C.R., DZIK W., PIVACEK L., RAGNO G., LAZO A., CHAPMAN J. — Process for the preparation of pathogen-inactivated RBC concentrates by using PEN110 chemistry :

preclinical studies. Transfusion , 2002, 42 , 139-145.

[32] BENJAMIN R.J., MCCULLOUGH J., MINTZ P.D., SNYDER E., SPONITZ W.D., RIZZO R.J., WAGES D., LIN J.-S., WOOD L., CORASH L., CONLAN M.G. — Therapeutic efficacy and safety of red blood cells treated with a chemical process (S-303) for pathogen inactivation : a phase III clinical trial in cardiac surgery patients. Transfusion , 2005, 45 , 1739-1749.

[33] ENGELFRIET C.P., REESINK H.W., KLEIN H.G., AUBUCHON J.P., STRAUSS R.G., KRUSIUS T., MAKI T., REBULLA P., HOGMAN C.F., KNUTSON F., LETOWSKA M., DICKMEISS E., WINTER M., HENN G., MENICHETTI E., MAYR W.R., FLANAGAN P., MARTIN-VEGA C., MASSUET L.,

WENDEL S., TUREK P., LIN C.K., SHIRATO T. — The future use of pathogen-inactivated platelet concentrates. Vox Sang , 2003, 85 , 54-66.

[34] FARRUGIA A. — The mantra of blood safety : time for a new tune ?

Vox Sang , 2004, 86 , 1-7.

[35] STAGINNUS U., CORASH L. — Economics of pathogen inactivation technology for platelet concentrates in Japan. Int. J. Hematol. , 2004, 80 , 317-324.

[36] VAN HULST M., DE WOLF J.T., STAGINNUS U., RUITENBERG E.J., POSTMA M.J. — Pharmacoeconomics of blood transfusion safety : review of the available evidence. Vox Sang , 2002, 83 , 146-155.

[37] AUBUCHON J.P., COOPER L.K., LEACH M.F., ZUARO D.E., SCHWARTZMAN J.D. — Experience with universal bacterial culturing to detect contamination of apheresis platelet units in a hospital transfusion service. Transfusion , 2002, 42 , 855-861.

[38] BOEKHORST P.A., BECKERS E.A., VOS M.C., VERMEIJ H., VAN RHENEN D.J. — Clinical significance of bacteriologic screening in platelet concentrates. Transfusion , 2005, 45 , 514-519.

[39] BECKERS E.A. — Bacterial contamination of platelet components : remasking risks after introduction of bacterial screening. Vox Sang , 2005, 89 , 116.

[40] CIARAVINO V., MCCULLOUGH T., CIMINO G. — The role of toxicology assessment in transfusion medicine. Transfusion , 2003, 43 , 1481-1492.

[41] YEH J.M., BOTTEMAN M., PASHOS C.L., POSTMA M.J., STAGINNUS U. — Economics of transfusion. Infusion Ther Transf. Med. , 2002, 29 , 218-225.

[42] JACKSON B.R., BUSCH M.P., STRAMER S.L., AUBUCHON J.P. — The cost-effectiveness of NAT for HIV, HCV, and HBV in whole-blood donations. Transfusion , 2003, 43 , 721-729.

[43] BELL C.E., BOTTEMAN M.F., GAO X., WEISSFELD J.L., POSTMA M.J., PASHOS C.L., TRIULZI D., STAGINNUS U. — Cost-effectiveness of transfusion of platelet components prepared with pathogen inactivation treatment in the United States. Clin. Ther. , 2003, 25 , 2464-2486.

[44] POSTMA M.J., VAN HULST M., DE WOLF J.T.M., BOTTEMAN M., STAGINNUS U. — Costeffectiveness of pathogen inactivation for platelet transfusions in the Netherlands. Transfusion Med , 2005, 15 , 379-387.

[45] DEPASSE F., SENSEBE L., SEGHATCHIAN J., ANDREU G., SAMAMA M.M. — The influence of methylene blue light treatment and methylene blue removal filter on fibrinogen activity states and fibrin polymerisation indices. Transfus. Apher. Sci. , 2005, 33 , 63-69.

[46] DE ALARCON P., BENJAMIN R., DUGDALE M., KESSLER C., SHOPNICK R., SMITH P., ABSHIRE T., HAMBLETON J., MATTHEW P., ORTIZ I., COHEN A., KONKLE B.A., STREIFF M., LEE M., WAGES D., CORASH L. — Fresh frozen plasma prepared with amotosalen HCl (S-59) photochemical pathogen inactivation : transfusion of patients with congenital coagulation factor deficiencies.

Transfusion , 2005, 45 , 1362-1372.

[47] MURPHY S., SNYDER E., CABLE R., SLICHTER S.J., STRAUSS R.G., MCCULLOUGH J., LIN J.S., CORASH L., CONLAN M.G., SPRINT Study Group — Platelet dose consistency and its effect on the number of platelet transfusions for support of thrombocytopenia : an analysis of the SPRINT trial of platelets photochemically treated with amotosalen HCl and ultraviolet A light.

Transfusion , 2006, 46 , 24-33.

[48] MOEREMANS K., WARIE H., ANNEMANS L. — Assessment of the economic value of the INTERCEPT blood system in Belgium. Transfusion. Med., 2006, 16, 17-30.

DISCUSSION

M. Michel BOUREL

Quel niveau peut-on espérer pour la déleucocytation ? Y-a-t-il encore place, à l’heure actuelle, en raison de la mise en place du dépistage génomique pour le dosage des transaminases ?

Le niveau de déleucocytation requis par la réglementation est inférieur à 1.106 par produit sanguin labile. Depuis le dépistage génomique du virus de l’hépatite C, le dosage des transaminases du donneur a été supprimé pour qualifier le don.

M. Jacques CAEN

Comment agissent l’amotosalen et la riboflavine ? Ont-ils bien été évalués l’un ou l’autre ?

Quelles sont les températures idéales de conservation des plaquettes, comment ont-elles été acidifiées ? Pendant combien de temps après le prélèvement ? Quel est le moyen idéal de la conservation ? (Dans quel sac ?) La désensibilisation et le retour de la sensibilisation des plaquettes subissent-elles des phases stéréotypées ?

L’amotosalen s’intercale de façon réversible dans les régions hélicoïdales des acides nucléiques, ADN et ARN. Après illumination par les UVA (320-400 nm) l’amotosalen réagit avec les bases pyrimidiques pour former des mono-adduits covalents et des pontages avec les acides nucléiques, environ toutes les quatre-vingt-trois paires de bases, empêchant ainsi toute réplication d’ADN dans une large gamme d’agents pathogènes infectieux (bactéries, virus, parasites) ou cellulaires, comme les lymphocytes T résiduels.

Le mécanisme d’action de la riboflavine, en lumière visible comme en lumière ultraviolette, est différent. Elle agit par photolyse et par électrons de transfert et réaction d’oxydation au niveau de résidus guanine, entraînant des cassures d’ADN et d’ARN qui empêchent leur réplication. La température de conservation des concentrés plaquettaires à usage transfusionnel est de 22° C fi 2° C. Les modifications fonctionnelles des plaquettes conservées à des températures inférieures à 15° C entraînent des lésions irréversibles qui empêchent leur récupération et leur survie lorsqu’elles sont transfusées et de ce fait réduit considérablement leur pouvoir hémostatique. Les plaquettes sont prélevées sur un anticoagulant acide, l’ACD (acide-citrate-dextrose), qui prévient l’activation de la coagulation du sang. Les concentrés plaquettaires sont conservés cinq jours à 22° C, sous agitation lente, dans des sacs en plastique permettant les échanges gazeux d’O et de CO 2 2 avec l’air ambiant. Au cours du stockage, qui peut aller jusqu’à cinq jours, des lésions morphologiques et biochimiques des plaquettes se produisent et aboutissent à la libération du contenu plaquettaire, en particulier d’ADP présent en grande concentration dans les granules denses et le cytoplasme des plaquettes. En se fixant sur les récepteurs P2Y1, l’ADP va entraîner un état de désensibilisation des plaquettes qui perdent leur forme, ne tournoient plus et ne peuvent plus agréger à une concentration plus élevée d’ADP. Ce phénomène peut être réversible sous l’action d’ADPases, comme l’apyrase, qui dégradent l’ADP. Avec la disparition de l’état de désensibilisation, les plaquettes reprennent leur forme discoïde, tournoient et peuvent de nouveau agréger à l’ADP.

M. Guy DIRHEIMER

Dans votre figure, les psoralènes se fixent sur la double hélice de l’ADN. Or, certains virus sont des virus à ARN. Ces psoralènes qui n’ont pas réagi avec les acides nucléiques des virus, bactéries, etc. restent donc dans les produits sanguins et sont transfusés. Ne conviendrait-il pas de les éliminer ?

Le psoralène utilisé pour l’inactivation des agents pathogènes dans les concentrés plaquettaires et le plasma est le chlorhydrate d’amotosalen qui se fixe de manière covalente aux acides nucléiques (ADN et ARN) après illumination par les d’UVA (320-400 nm).

L’amotosalen et les photo-dérivés sont adsorbés sur un dispositif spécifique afin de réduire leur contenu dans le concentré plaquettaire à transfuser, augmentant ainsi considérablement les marges de sécurité vis-à-vis d’une éventuelle toxicité clinique.

M. André VACHERON

Avec les niveaux actuels de déleucocytation, existe-t-il un risque de transmission du prion ?

Le niveau de déleucocytation actuel a permis une réduction du risque de transmission du prion pathologique, le nouveau variant nvCJD, sans l’éliminer complètement. Actuellement, des essais sont en cours pour éliminer du plasma le prion pathologique grâce à une filtration spécifique.

M. Philippe SANSONETTI

Qu’en est-il du risque des motifs microbiens correspondant à des bactéries mortes, donc indétectables par les méthodes actuellement utilisées et non pris en compte par les méthodes d’inactivation. Va-t-on vers une élimination pure et simple du diagnostic microbiologique sous toutes ses formes ? Ou au contraire vers une situation hybride, au moins transitoire.

Le risque lié à la transfusion de produits sanguins labiles contenant des bactéries mortes n’est pas un problème reconnu en transfusion. La détection des bactéries n’a été retenue dans certains pays que pour les concentrés plaquettaires conservés cinq jours à 20-24°C.

Les méthodes utilisées sont à l’origine de nombreux faux positifs et faux négatifs entraînant une destruction inutile de produits ou la transfusion de produits dangereux, voire mortels dont les cultures sont positives bien au-delà des cinq jours de conservation.

La supériorité potentielle de l’inactivation est de détruire un large spectre de bactéries, y compris des formes intracellulaires ou parfois des spores.

M. Yvon MICHEL-BRIAND

Les composés utilisés pour inactiver les agents pathogènes agissent au niveau des acides nucléiques : ADN et ARN. Il est donc nécessaire que ces composés pénètrent dans le virus (enveloppé ou non) et dans les bactéries (dont la paroi a une structure très variable) ou enfin dans les parasites, mais pénètrent peu dans les cellules sanguines. Cette différence de pénétration est-elle due uniquement à la concentration utilisée ou intervient-il au niveau des cellules sanguines des barrières spécifiques, des systèmes d’efflux, ou autre mécanisme ?

Peut-on avoir connaissance de la nature chimique de l’amotosalen, ce qui permettrait de comprendre la formation de liaisons avec l’ADN ou l’ARN ?

Ces composés pénètrent apparemment les membranes des cellules sanguines et des pathogènes en fonction de leur concentrations et ce phénomène ne semble par être lié à des transporteurs spécifiques. Le chlorhydrate d’amotosalen (S-59) est un psoralène de synthèse qui s’intercale dans les hélices de l’ADN et de l’ARN, réversiblement puis irréversiblement en formant des liaisons covalentes sous l’effet de l’irradiation par les UVA à 320-400 nm.

Bull. Acad. Natle Méd., 2006, 190, no 1, 169-188, séance du 24 janvier 2006